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Einleitung
Das Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome (PRRS) ist eine weltweit bei Schweinen vorkommende Viruserkrankung. Schweineproduzenten erleiden jährlich wirtschaftliche Verluste durch Reproduktionsstörungen bei Sauen und Atemwegserkrankungen bei Ferkeln und Mastschweinen in Milliardenhöhe. Allein in den USA werden die jährlichen Verluste auf 560 bis 760 Millionen Dollar geschätzt.
Das PRRS-Virus (Arterivirus) ruft vor allem persistierende Infektionen und atypische Immunreaktionen hervor. Grundsätzlich werden zwei Genotypen des PRRSV unterschieden. Dabei handelt es sich um den ursprünglich nur in Europa zirkulierenden EU-Typ und den in Amerika und Asien verbreiteten US-Typ.
Weitere Einzelheiten über das Virus, seine Verbreitung und Bekämpfung inkl. Impfempfehlungen finden Sie in diesem Fokusthema von Frau PD Dr. E. große Beilage, Dipl. ECPHM.
Allgemeines
Die Erkrankung
Das Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome (PRRS) verursacht weltweit schwere Schäden durch Reproduktionsstörungen bei Sauen und Atemwegserkrankungen bei Ferkeln und Mastschweinen (Rossow 1998).
Reproduktionsstörungen sind insbesondere bei Sauen zu erwarten, die sich im letzten Drittel der Trächtigkeit infizieren. Die
Infektion mit dem PRRS-Virus (PRRSV) induziert vor allem Spätaborte (> 100. Trächtigkeitstag) sowie die termingerechte Geburt von Würfen mit einem erhöhten Anteil mumifizierter, totgeborener oder lebensschwacher Ferkel. Im Zusammenhang mit PRRS-Ausbrüchen kommt es häufig auch zu einem Anstieg der Umrauschrate. Atemwegserkrankungen (Fieber, angestrengte Atmung, Husten) fallen besonders häufig bei 6 bis 10 Wochen alten Absetzferkeln auf, die nicht mehr unter dem Schutz
maternaler Antikörper stehen (Benfield et al. 1999). Erkrankungen bei älteren Schweinen entstehen häufig nach dem Mischen von Mastläufern verschiedener Herkünfte.
Der wirtschaftliche Schaden
Schätzungen gehen davon aus, dass PRRS der Schweineproduktion in den USA einen jährlichen Gesamtschaden zwischen 560 und 760 Millionen Dollar verursacht (Mengeling 2005a); bei der Bewertung dieser Zahlen ist zu berücksichtigen, dass der Schweinebestand der USA mit 60 Millionen Tieren, den Deutschlands mit 26 Millionen Schweinen nur um den Faktor 2,3 übersteigt. Für einzelne Betriebe wird der Schaden bei akuten PRRS-Ausbrüchen auf 300 Dollar pro Sau und Jahr geschätzt, während chronische Verlaufsformen immerhin noch Verluste in Höhe von 100 Dollar pro Sau und Jahr verursachen sollen (Wetzell 2004).
Das Virus
Das
PRRS-Virus gehört zu den Arteriviren, zu deren Merkmalen
persistierende Infektionen und atypische Immunreaktionen gehören (Murtaugh et al. 2004a). Grundsätzlich werden zwei
Genotypen des PRRSV unterschieden. Dabei handelt es sich um den ursprünglich nur in Europa zirkulierenden EU-Typ und den in Amerika und Asien verbreiteten US-Typ. Vergleichende Untersuchungen der
Genomsequenzen ergaben zwischen dem EU- und US-Genotyp lediglich eine mittlere
Sequenzhomologie von etwa 60 % (Murtaugh et al. 1998; Nelsen et al. 1999). Die Sequenzhomologie des Genomteils (ORF5), der besondere Bedeutung für die Induktion einer
Immunität hat, beträgt für viele Stämme nur 55 % (Meng et al. 1995; Murtaugh et al. 1995). Die - sogar im Vergleich zu den generell mutationsfreudigen RNA-Viren - auffallend hohe
Mutationsrate des PRRSV hat inzwischen zu deutlichen Sequenzunterschieden der Stämme innerhalb des EU- und US-Typs geführt (Andreyev et al. 1997; Stadejek et al. 2002; Mateu et al. 2003; Pesch et al. 2005).
Diagnostik
Voraussetzung für eine erfolgreiche Bekämpfung des PRRS ist die Absicherung der klinischen Diagnose durch den direkten oder indirekten Erregernachweis. In der Routinediagnostik werden in Deutschland für die PRRS-Serologie hauptsächlich der ELISA und für den PRRS-Antigennachweis die PCR verwendet. Die Entscheidung, mit welcher Methode die Untersuchung durchgeführt werden soll, ist vom Einzelfall abhängig und setzt einige Kenntnisse der Möglichkeiten und Grenzen der jeweiligen Methode voraus.
Serologie
Serologische Untersuchungen zum Nachweis von
Antikörpern gegen das PRRSV werden in den meisten Laboren mit dem HerdCheck 2XR®-ELISA (Firma Idexx) durchgeführt. Der Test weist Antikörper (IgG) (Nelson et al. 1994) sowohl gegen den EU-Typ, als auch den US-Typ nach, wobei die serologische Reaktion eine Typdifferenzierung nicht ermöglicht. Eine Infektion mit dem US-Typ wird bereits ab 9 Tagen post infectionem (p.i.) angezeigt, während die Reaktion auf eine Infektion mit dem EU-Stamm erst ab 15 Tagen p.i. nachweisbar ist (Seuberlich et al. 2002).
Bei Untersuchungen von Tiergruppen, in denen der Infektionszeitpunkt der Einzeltiere nur grob geschätzt werden kann, sollten zwischen der Erkrankung und der Blutprobenentnahme wenigstens 3 Wochen liegen. Die Antikörperkonzentrationen, die mit dem
ELISA nachgewiesen werden, erreichen etwa 4 Wochen p.i. ihren Höhepunkt und fallen in der Regel innerhalb von 10 Monaten unter die Nachweisgrenze (Nelson et al. 1994). Es gibt aber auch immer wieder Tiere, die schon nach 4 bis 6 Monaten im ELISA negativ reagieren (Yoon et al. 1995). Die mehrfache
Exposition durch den
homologen (identischen) Erregerstamm führt anders als bei sonstigen Infektionen häufig nicht zu einem erneuten Anstieg der vom Test detektierten Antikörperfraktion, so dass die Tiere im ELISA negativ bleiben (McCaw 2003, McCaw et al. 2004). Bei der Interpretation der Ergebnisse serologischer Untersuchungen ist außerdem zu bedenken, dass die mit dem ELISA nachgewiesenen Antikörper zwar die Infektion anzeigen, aber keinen Impfschutz vermitteln und damit auch keinen Aufschluss über die Abwehrlage des Tieres geben (Lopez u. Osorio 2004; Murtaugh 2004). Grundsätzlich ist der ELISA-Test jedoch geeignet, den Kontakt des Tieres mit dem PRRSV-Antigen nachzuweisen. In geimpften Herden ist die Interpretation der Ergebnisse aber mit erheblichen Unsicherheiten behaftet.
Eine protektive
Immunität gegen das
PRRSV ist dagegen mit dem Nachweis neutralisierender Antikörper korreliert, die ab 3 bis 4 Wochen p.i. auftreten (Meier et al. 2003). Der Verlauf der Konzentration der protektiven neutralisierenden Antikörper ist völlig unabhängig von den mittels ELISA nachweisbaren Antikörpern (McCaw 2003). Der
Neutralisationstest ist methodisch aufwendig und wird in Deutschland für die Routinediagnostik nicht angeboten.
PCR
Die Polymerasekettenreaktion (
PCR), die in den vergangenen Jahren breite Anwendung in der Routinediagnostik gefunden hat, detektiert
Genomfragmente des Erregers und ist damit quasi ein direkter Nachweis. Da die PCR auch Erreger detektiert, die nicht mehr vermehrungsfähig sind, kann aus einem Nachweis nicht zwangsläufig auf eine akute Infektion mit Ausscheidung und potentieller Übertragung der Infektion auf andere Tiere geschlossen werden.
Untersuchungen mittels PCR können an Organmaterial (Lunge, Lymphknoten) aber auch an
Serum durchgeführt werden. Die Untersuchung von Serum bietet sich besonders in Fällen an, in denen größere Stichproben zu untersuchen sind und eine
Sektion nicht erforderlich ist. Serumproben haben außerdem den Vorteil, dass eine Untersuchung von
Poolproben möglich ist. In einigen Laboren ist die PCR für die Untersuchung von Poolproben aus bis zu 5 Proben validiert (Strutzberg-Minder 2005, pers. Mitteilung). Entsprechende Informationen sind vorab beim Labor einzuholen.
Der Nachweis von PRRSV aus Serumproben ist während der Virämie etwa ab 2 Tage p.i. möglich. Die Dauer der Virämie ist vom Alter und Immunstatus der Tiere abhängig. Nach Erstinfektion junger Tiere, kann die
Virämie etwa 3 bis 4 Wochen, bei intrauterin infizierten Ferkeln sogar bis zu 10 Wochen andauern. Ältere Schweine haben nach Erstinfektion oft nur über 2 Wochen eine Virämie (Benfield et al. 1997; Lager 2003). In Lymphknoten, in denen das Virus bis zu 6 Monaten p.i.
persistieren kann, ist ein Nachweis entsprechend länger möglich (Rowland et al. 2003). Bei der Interpretation eines PRRSV Nachweises aus Lymphknoten ist aber zu bedenken, dass der Befund nicht zwingend mit einer akuten Erkrankung korrelieren muss.
Die PCR gilt allgemein als besonders sensible und spezifische Untersuchungsmethode. Im Hinblick auf die PRRS-Diagnostik ist aber zu berücksichtigen, dass anders als beim ELISA, für den die meisten Labore einheitlich den Test eines Herstellers verwenden jedes Labor eine eigene PCR etabliert hat. Die PCR der verschiedenen Untersuchungseinrichtungen unterscheiden sich hinsichtlich der verwendeten
Primer und damit dem Nachweis der
Nukleotidsequenz, die der Erkennung des Erregers dient. Außerdem werden verschiedene PCR-Verfahren, wie
one-step-PCR,
nested-PCR,
multiplex-PCR oder
realtime-PCR durchgeführt, die hinsichtlich ihrer Sensitivität und Spezifität voneinander abweichen. Da jedes PCR-Verfahren Vor- und Nachteile hat, deren Auswirkungen von der individuellen diagnostischen Fragestellung abhängen, kann es nicht eine PCR geben, die für alle Situationen gleichermaßen geeignet ist. Die Problematik verdeutlicht aber auch, warum PCR-Untersuchungen in verschiedenen Laboren zu unterschiedlichen Ergebnissen führen können.
Alle bislang verfügbaren Testverfahren zum Nachweis von PRRSV sind ausschließlich geeignet, den Infektionsstatus einer Herde zu bestimmen; der Infektionsstatus von Einzeltieren kann mit keinem Test hinreichend sicher festgestellt werden (Batista et al. 2004).
Impfungen
Immunologische Grundlagen
Die Bekämpfung von Virusinfektionen erfolgt bei Schweinen üblicherweise prophylaktisch durch eine spezifische Stimulierung des Immunsystems. Die Induktion einer spezifischen Immunreaktion bereitet das Immunsystem auf einen späteren Erregerkontakt vor und vermittelt damit eine effizientere Abwehrreaktion. Solange keine Medikamente, die eine Virusreplikation sicher verhindern oder wenigstens deutlich reduzieren können, für die Anwendung bei Schweinen verfügbar sind, ist die vorbeugende Impfung das Mittel der Wahl.
Die PRRSV-Infektion induziert eine
humorale und
zelluläre Immunreaktion, wobei besonders die
neutralisierenden Antikörper (nAk) eine erhebliche Bedeutung für die
protektive Immunität haben (Lopez u. Osorio 2004; Murtaugh 2004; Mengeling 2005b). Die protektive Wirkung der nAk lässt sich aus Untersuchungen ableiten, mit denen nachgewiesen werden konnte, dass Ferkel durch nAk sicher vor einer klinischen Erkrankung geschützt werden können (Lopez u. Osorio 2004). In anderen Untersuchungen konnte durch die Übertragung hoher Mengen nAk auf hochtragende Sauen eine sterile Immunität erreicht und Reproduktionsstörungen sicher verhindert werden (Osorio et al. 2002). Die Wirksamkeit von Lebendimpfstoffen gegen das PRRS beruht ebenfalls hauptsächlich auf der Induktion von nAk (Lopez u. Osorio 2004). Auch wenn noch nicht alle Details der protektiven Immunität bekannt sind (Murtaugh 2004), gibt es keine Zweifel an der besonderen Schutzwirkung der nAk, die gegen das Glykoprotein 5 (GP 5) gerichtet sind (Gonin et al. 1999; Weiland et al. 1999). Das GP 5 wird von dem als
Open Reading Frame (ORF)( ORF) 5 bezeichneten Teil des
Genoms kodiert. Eine Besonderheit des ORF 5 ist seine, durch ständige
Mutationen hervorgerufene hohe genetische Variabilität, die es dem Erreger ermöglicht, der Abwehrreaktion zumindest teilweise auszuweichen (Lopez u. Osorio 2004).
Neben den nAk haben offensichtlich auch
Interferon-gamma sezernierende
T-Lymphozyten, als Teil des zellulären Immunsystems eine Bedeutung für die Abwehrreaktion. Im Vergleich zu anderen Virusinfektionen (z.B. Aujeszkysche Krankheit) fällt auf, dass die protektive humorale und zelluläre Immunreaktion gegen das PRRSV merklich verzögert (3 bis 4 Wochen p.i.) einsetzt und zudem deutlich schwächer ausfällt (Meier et al. 2003; Royaee et al. 2004). Die verzögerte Immunreaktion erklärt auch, warum das PRRSV häufig erst nach Monaten eliminiert wird (Allende et al. 2000; Murtaugh 2004).
Die Impfung mit
Lebendimpfstoffen induziert im Prinzip die gleiche immunologische Reaktion wie eine
Feldvirusinfektion, da der Impfstamm in gleicher Weise mit dem Immunsystem des Tieres interagiert (Murtaugh 2004; Mengeling 2005b). Lebendimpfstoffe können eine vollständige (sterile) Immunität gegen den homologen Impfstamm induzieren (Lager et al. 1997; Lager 2003; Lager et al. 2003). Gegen Infektionen mit
heterologen PRRSV-Stämmen induziert die Impfung eine partielle Immunität, die Krankheitsanzeichen mehr oder weniger deutlich reduzieren kann, aber in der Regel nicht ausreicht, um Infektionen sicher zu verhindern (Lager 2003; Lager et al. 2003; Mengeling et al. 2003b). Die Ausprägung der partiellen Immunität wird deutlich von der
Sequenzhomologie und der antigenen Übereinstimmung des PRRSV-Feldstamm mit dem Impfstamm beeinflusst. Besondere Bedeutung ist für die Sequenzhomologie mit ORF5 anzunehmen, da sich protektive nAk gerade gegen die Strukturen (GP5) richten (Gonin et al. 1999; Weiland et al. 1999), für den der hochvariable ORF 5 kodiert.
Impfstoffe
Nach der grundsätzlichen Entscheidung für eine PRRS-Impfung, folgt die Entscheidung, welcher Impfstoff eingesetzt werden soll. Wichtige Aspekte für die Auswahl des Impfstoffes sind bei der PRRS-Bekämpfung neben der potentiellen Effektivität auch die Sicherheit und Verträglichkeit bei der Anwendung.
Sicherheit und Verträglichkeit
Untersuchungen an
bronchoalveolärer Lavageflüssigkeit von Schweinen, die mit Porcilis PRRS® geimpft waren, haben gezeigt, dass das Impfvirus innerhalb von 3 bis 4 Wochen post vaccinationem (
p.vacc.) auch im Blut und in der Lavageflüssigkeit nachzuweisen ist. Im Gegensatz zum Feldstamm, der einen massiven Einstrom von Entzündungszellen in die Lunge und damit auch in die
Lavageflüssigkeit verursacht, verändert das Impfvirus die zelluläre Zusammensetzung der Lavageflüssigkeit nicht. Das Fehlen einer Entzündungsreaktion belegt die Sicherheit des Impfstoffes (Labarque et al. 2004).
Einer der wichtigsten generellen Kritikpunkte an der Anwendung von
Lebendimpfstoffen ist das potentielle Risiko einer
Mutation des
Impfstoffes zurück zu einer
virulenten Form (Mengeling et al. 2005b). Die mehrjährige Überwachung von Porcilis® PRRS in Feldbeständen hat gezeigt, dass zwar einzelne
Punktmutationen vorkommen können (Pesch u. Ohlinger 2004). Es gibt aber keine Anzeichen, dass diese geringen Änderungen das
avirulente Verhalten des Impfstammes verändern.
Das potentielle Risiko einer genetischen Veränderung von Lebendimpfstoffen kann zusätzlich bei der Anwendung unter Praxisbedingungen reduziert werden, indem eine freie Zirkulation des Impfstammes in einer ungeimpften Schweinepopulation verhindert wird. Das ist am sichersten mit der vollständigen Impfung von Populationen zu erreichen, in denen zusätzlich ein direkter Kontakt von geimpften und ungeimpften Schweine während der ersten Wochen nach der Impfung vermieden wird (Mengeling 2005c).
Porcilis® PRRS wird offenbar kaum von geimpften Tieren übertragen. In 1.350 Organproben von Schweinefeten und Schweinen die zwischen 10/2003 und 9/2004 aus Sektionsmaterial der Außenstelle der Stiftung Tierärztliche Hochschule zur
multiplex-PCR an das Landeslabor Schleswig-Holstein eingesandt wurden, konnte bei lediglich 0,7 % Porcilis® PRRS per Sequenzierung identifiziert werden (grosse Beilage et al. 2006). Der Nachweis stand in der Mehrzahl der stichprobenartig geprüften Fälle in einem engen zeitlichen Zusammenhang mit der Impfung der Tiere (Harder et al. 2004). Der PRRS-US Stamm konnte in demselben Probenmaterial mit 17,7 % festgestellt werden.
Die geringe Ausbreitungstendenz von Porcilis® PRRS konnte auch in Felduntersuchungen in 10 Kombibeständen in Frankreich bestätigt werden, in denen nur die Absetzferkel mit Porcilis® PRRS geimpft wurden. Eine Übertragung des Impfvirus auf die ungeimpfte Sauenpopulation konnte nicht nachgewiesen werden und auch in den geimpften Tieren war das Impfvirus nach 6 Wochen nur noch im Blut von 2,5 % der Ferkel nachzuweisen (Pommier et al. 2004).
Die Sicherheit und Verträglichkeit lässt sich auch aus verschiedenen, wissenschaftlich begleiteten Feldversuchen ersehen, in denen die Anwendung bei Ferkeln verschiedener Altersstufen, wie auch bei Sauen unterschiedlicher Reproduktionsstadien geprüft wurde.
EU oder US - ImpfstammInnerhalb von Europa weisen die PRRS-Stämme 15 Jahre nach den ersten Krankheitsausbrüchen deutliche genetische und antigene Differenzen auf. Auffallende Differenzen bestehen zu litauischen Stämmen, aber auch italienische Stämme unterscheiden sich von anderen europäischen Stämmen. Im Rahmen einer umfangreichen Untersuchung konnte für 120 Stämme aus Europa eine mittlere ORF 5-Sequenzhomologie von 90,6 % zu Porcilis® PRRS festgestellt werden (Pesch u. Ohlinger 2004). In aktuellen Untersuchungen an PRRSV-EU-Stämmen aus Deutschland wurde für alle Stämme eine ORF 5-
Sequenzhomologie zu Porcilis® PRRS nachgewiesen, die immer über 86 % lag. Die Sequenzhomologie derselben PRRSV-Stämme zum US-Typ Impfstoff lag dagegen unter 64 % (Harder et al. 2004). US-Feldvirus gibt es in Europa bisher nicht. Nachweise des US-Typs wurden bisher immer als Impfstoff oder dem Impfstoff eng verwandte Stämme identifiziert, deren alleiniger Nachweis keine spezifischen Bekämpfungsmaßnahmen erfordert.
Trotz der inzwischen deutlichen Variation der PRRSV-Stämme innerhalb Europas, bestehen die größten genetischen und antigenen Differenzen weiterhin zwischen dem EU- und US-Genotyp (Labarque et al. 2004). Auch wenn der US-Typ eine
Kreuzimmunität gegen den EU-Typ induziert, ist im Hinblick auf die Effektivität der Impfstoffe davon auszugehen, dass die genetischen Differenzen zwischen dem EU- und US-Genotyp einen größeren Einfluss auf die Effektivität der Impfstoffe haben, als die genetischen Differenzen innerhalb der europäischen Stämme (Labarque et al. 2004). Die
Protektion, die ein Impfstoff induzieren kann, ist generell besser, je ähnlicher sich Impf- und Feldstamm sind (Martelli 2002).
Untersuchungen zum Einfluss der Sequenzhomologie auf die Wirksamkeit von Porcilis® PRRS haben gezeigt, dass der Grad des Impfschutzes von der genetischen und antigenen Übereinstimmung zwischen dem Impf- und dem Feldstamm beeinflusst wird. Der Schutz von Porcilis® PRRS gegen einen sehr ähnlichen Stamm (98 % ORF 5-Sequenzhomologie) war vollständig (sterile Immunität), während gegen einen deutlich abweichenden italienischen Feldvirusstamm (84 % ORF 5-Sequenzhomologie) eine sehr gute, aber nicht
sterile Immunität erreicht wurde (Labarque et al. 2004).
Lebend- oder Totimpfstoff
Die Entscheidung, zur Bekämpfung des PRRS einen Lebend- oder Totimpfstoff zu verwenden, wird immer wieder kontrovers diskutiert.
Totimpfstoffe können das
Immunsystem nicht so komplex aktivieren wie
Lebendimpfstoffe, die eine natürliche Infektion nachahmen können. Mengeling (2005a, b) sieht den Schwerpunkt der Anwendung von Totimpfstoffen in der Möglichkeit, das Immunsystem auf einen späteren Erregerkontakt vorzubereiten "priming") und so eine schnelle Immunreaktion des Wirtes zu unterstützen. Dieser Effekt ist nach seiner Meinung aber nur mit Totimpfstoffen zu erreichen, die eine messbare
humorale Immunreaktion induzieren.
Impfempfehlungen
Der Erfolg der PRRS-Impfung wird wesentlich davon bestimmt, wie die Impfung auf den Zeitpunkt der Infektion mit dem PRRSV, das grundsätzliche Management des Bestandes und andere Impfungen abgestimmt ist. Um den bestmöglichen Impferfolg für eine Herde zu gewährleisten, empfiehlt es sich, vorab ein Impfprogramm zu erstellen, in dem die in die Impfung einzubeziehenden Tiergruppen, Impfzeitpunkte, Impfintervalle und Zeitabstände zu anderen Impfungen festgelegt werden. Einmal erstellt, können Impfprogramme jedoch nicht zwangsläufig als konstant angesehen werden, sondern bedürfen der ständigen Kontrolle und ggf. der Korrektur.
Sauen
PRRS-Impfungen werden in Sauenherden hauptsächlich mit dem Ziel durchgeführt,
Reproduktionsstörungen vorzubeugen und eine Stabilisierung der Herde zu erreichen (grosse Beilage 2002). Stabilisierung heißt, dass die Zirkulation von
Feldvirus unterbunden oder auf ein Minimum reduziert wird. Dieses Ziel kann grundsätzlich durch die
Boosterung einer bereits bestehenden
Immunität nach einer
Feldinfektion , aber auch durch die Induktion einer Immunität bei Tieren erreicht werden, die bis dato noch keinen Erregerkontakt hatten. Die regelmäßige Impfung aller Sauen hilft,
Immunitätslücken ("subpopulations") zu schließen und die bestehende Immunität durch Boosterung über längere Zeit aufrechtzuerhalten. Die Impfung verhindert die
intrauterine Infektion der
Feten. Zusätzlich unterstützt sie die Stabilität der Herde durch die Übertragung
maternaler Antikörper auf die Ferkel. Das Infektionsrisiko für die Ferkel reduziert sich außerdem durch das geringere Risiko, dass der Erreger von einer immunen Sau ausgeschieden wird. Die Stabilität einer Sauenherde lässt sich diagnostisch aus dem
Infektionsstatus von Absetzferkeln ableiten, der mittels
PCR-Untersuchungen von Blutproben zu bestimmen ist. In Herden mit einem stabilen PRRS-
Immunstatus sind zum Zeitpunkt des Absetzens keine Infektionen nachweisbar.
In
endemisch infizierten Herden mit ständig wiederkehrenden
PRRS-Problemen oder Herden, die einen akuten PRRS-Ausbruch überstanden haben, hat sich ein Impfprogramm unter Einbeziehung der gesamten Sauenherde bewährt. Die Ferkel sollten in diesen Herden unbedingt in die Impfung einbezogen werden, sofern sie am selben Standort gehalten werden.
Der Einstieg in die Impfung der Sauenherde kann durch die sofortige Bestandsimpfung erfolgen, bei der alle Sauen zweimal im Abstand von 4 Wochen geimpft werden (Kümmerlen 2003). In Herden mit einem unklaren oder weitgehend negativen PRRSV-Infektionsstatus empfiehlt sich ein stufenweiser Einstieg in die Impfung, bei der Sauen von der Erstimpfung ausgenommen sind, die länger als 60 Tage tragend sind (Grosse Beilage u. Grosse Beilage 2004). Die Impfung der hochtragenden Sauen erfolgt dann nach dem Abferkeln. Der stufenweise Einstieg in die Sauenimpfung hat den Vorteil größtmöglicher Sicherheit, es dauert aber etwa 12 Wochen, bis die
Grundimmunisierung komplett abgeschlossen ist.
Die Bestandsimpfung ist einer Impfung bezogen auf den Reproduktionsstatus in der Regel aus praktischen Überlegungen vorzuziehen. Der logistische Aufwand für die Impfung der Sauen, z.B. während jeder
Laktation, ist besonders in kleinen und mittleren Betrieben außerordentlich hoch; zudem besteht die Gefahr, dass die Impfintervalle in Herden mit
Umrauschproblemen oder
Aborten übermäßig lang werden und damit evtl.
Immunitätslücken entstehen. Ungeachtet des erhöhten Aufwandes, können mit dem 5/50 Impfschema, also der Impfung jeweils 5 Tage nach der Geburt und am 50. Tag jeder Trächtigkeit, sehr gute Erfolge erreicht werden (Lopez u. Ortiz 2004).
Jungsauen
Einer der wichtigsten Risikofaktoren im Hinblick auf die Stabilisierung einer Herde ist die Eingliederung zugekaufter Zuchtschweine (Jungsauen, Jungeber) in eine infizierte Herde (grosse Beilage 2002; Martelli 2003). Zukauf und Eingliederung müssen so geplant werden, dass möglichst keine neuen Virusstämme eingeschleppt werden. Eigene Beobachtungen von akuten PRRS-Ausbrüchen lassen vermuten, dass klinische Probleme in Sauenherden vor allem im Zusammenhang mit dem Eintrag neuer Feldstämme auftreten. Da das PRRSV zwischen Schweinebeständen hauptsächlich mit dem Tierverkehr verbreitet wird, ist der Zukauf von Zuchtschweinen ein potentielles Risiko. Eine Begrenzung des Risikos ist durch die Beschränkung des Zukaufs auf einen Herkunftsbestand möglich, wobei aber immer zu bedenken ist, dass auch dieser Bestand vom Eintrag neuer PRRS-Stämme betroffen sein kann.
Eine wirksame Minimierung des Risikos ist nur durch den Zukauf PRRS-freier Zuchtschweine zu erreichen. Unabhängig vom
Infektionsstatus der zugekauften Schweine empfiehlt es sich, vor der Einstellung in eine infizierte und ggf. auch geimpfte Herde, eine Eingliederungsphase durchzuführen. Die Eingliederungsphase dauert idealerweise etwa 8 Wochen. Nach einer etwa einwöchigen Ruhephase werden die jungen Zuchtschweine gegen PRRS geimpft. Die Wiederholungsimpfung kann nach etwa 3 bis 4 Wochen stattfinden. Dieses Impfschema schafft die besten Voraussetzungen, dass die Jungsauen/-eber eine belastbare Immunreaktion gegen das PRRSV aufgebaut haben, wenn sie in die Herde aufgenommen werden.
Während akuter PRRS-Ausbrüche bei den Altsauen, sollte für wenigstens 4 Monate auf eine Eingliederung von Jungsauen/-ebern verzichtet werden, um die Viruszirkulation nicht immer wieder durch die Zustallung potentiell empfänglicher Tiere zu unterstützen (Wetzell 2004).
Eber
Die Immunität von bestandseigenen Deck- und Suchebern gegen das PRRSV, vermeidet die Erregerübertragung, die durch das Sperma aber auch durch den engen Kontakt mit dem Sucheber erfolgen kann. Die derzeit verfügbaren Impfstoffe sind für die Anwendung bei Ebern nicht ausreichend geprüft, um eine Zulassung zu haben. Versuche zur Impfung von Deckebern haben gezeigt, dass vermehrungsfähiges Impfvirus bis etwa 14 Tage p.vacc. ausgeschieden wird. In Einzelfällen ist eine längere Ausscheidungsdauer zu erwarten, wobei das Impfvirus intermittierend ausgeschieden wird. Die Impfung mit Lebendimpfstoffen konnte nach einer Belastungsinfektion die Ausscheidung von Feldvirus reduzieren (Christopher Hennings et al. 1995, 1997, 1998; Christopher Hennings 2003; Nielsen et al. 1997; Prieto u. Castro 2005). Impfschemata für Eber sollten unbedingt mit der
Grundimmunisierung während der Quarantäne beginnen.
Eber, die Sperma in PRRS-negative Bestände liefern, sollten nicht mit PRRS-Lebendimpfstoffen geimpft werden.
Ferkel
Die Impfung der Ferkel muss wenigstens 3 Wochen vor der Infektion erfolgen, um den Aufbau einer belastungsfähigen Immunität zu erreichen. Die besten Resultate sind zu erreichen, wenn Ferkel nach dem Rückgang maternaler Antikörper (4. bis 6. Lebenswoche) geimpft werden (Mengeling 2005b, c).
Neben der konsequenten Impfung der gesamten Population, sind Managementmaßnahmen zur Vermeidung von Tierkontakten zwischen unterschiedlichen Alters- und Produktionsgruppen geeignet, das PRRS zu kontrollieren (Rein-Raus-Verfahren, Trennung von Standorte von Sauen, Absetzern und Mastschweinen).
Kontrolle des Impferfolges
In Herden, in denen die Vermeidung klinischer Erkrankungen das Ziel der PRRS-Impfung ist, erfolgt eine sinnvolle und kostengünstige Kontrolle des Impferfolges hauptsächlich über die Bewertung der klinischen Symptomatik sowie die Auswertung von Leistungsdaten (Reproduktion, Mortalität, Zuwachs). Entsprechen die Ergebnisse dieser Auswertungen den Erwartungen, sind weitere Untersuchungen nicht erforderlich. Bestehen dagegen Zweifel an der Verbesserung der Situation, ist zuerst die Diagnose PRRS zu überprüfen und andere Krankheitsursachen differentialdiagnostisch auszuschließen. Labordiagnostische Untersuchungen zur Absicherung der klinischen Verdachtsdiagnose "
PRRS" unterliegen in geimpften Herden aber einigen Einschränkungen.
Reproduktionsstörungen
In Herden mit andauernden
Reproduktionsstörung sollte die Stabilität der Sauenherde geprüft werden, indem Blutproben von etwa 20 bis 25 Ferkeln aus verschiedenen Würfen beim Absetzen genommen werden. Das Blut wird zu
Serum verarbeitet und anschließend in
Poolproben mittels
PCR untersucht. Die Anzahl der Proben, die im Pool untersucht werden können, wird von den einzelnen Laboren vorgegeben und ist vorab zu erfragen.
Der Nachweis von PRRS-Feldvirus in mindestens zwei Poolproben ist Hinweis auf eine frühe Viruszirkulation, die in stabilen Herden nicht vorkommen sollte. In Porcilis® PRRS geimpften Herden kann der Impfstamm durch eine spezifische PCR identifiziert werden.
In Herden mit
Aborten und vermehrten Geburten toter und lebensschwacher Ferkel sind unbedingt Blutproben von lebensschwachen Ferkeln innerhalb der ersten 3 Lebenstage zu entnehmen und mittels PCR auf PRRSV zu untersuchen (grosse Beilage et al. 2002). Die Stichprobe sollte wenigstens 5, besser 10 bis 15 Proben von Ferkeln aus verschiedenen Würfen umfassen; die Untersuchung von Poolproben ist möglich. Der Nachweis von PRRS-Feldvirus in Proben von lebensschwachen Ferkeln belegt die perinatale Infektion, die auf Defizite in der Immunität der Sauenherde hinweist. Der Nachweis von Impfvirus in Feten kommt vereinzelt vor. Bei experimentellen Sicherheitsstudien konnte eine pathogene Wirkung von Lebendimpfstoffen auf Feten aber nicht festgestellt werden.
Auf die Untersuchung von Feten und totgeborenen Ferkeln sollte, wenn irgend möglich, verzichtet werden, da die
PCR an
autolytischem Material leicht falsch-negative Resultate liefert. Die Untersuchung von Serumproben der Sauen mittels PCR ist ebenfalls nicht zu empfehlen, da die
Virämie bei
adulten sowie bei geimpften Tieren oft nur wenige Tage dauert und zum Zeitpunkt des Abortes bzw. der Geburt oft schon vorbei ist.
Nach Feststellung einer Instabilität der Sauenherde sollte das Impfschema mit dem Herdenmanagement abgeglichen und die Entstehung von
Immunitätslücken ausgeschlossen werden. Außerdem muss die Jungsaueneingliederung kritisch geprüft werden. Die korrekte Lagerung, Aufbereitung und Anwendung des Lebendimpfstoffes sollte ebenfalls kontrolliert werden.
Serologische Untersuchungen sind für die Kontrolle des Impferfolges in Sauenherden kaum geeignet (Martelli 2003). Auf die
Grundimmunisierung mit Porcilis® PRRS reagieren die Sauen mit einem deutlichen Anstieg der Antikörper (Kümmerlen 2003). Später verläuft die Antikörperreaktion auf die Impfung wie die Feldvirusinfektion, so dass Wiederholungsimpfungen bei vielen Tieren keinen erneuten Anstieg der Antikörperkonzentrationen mehr induzieren (Thacker et al. 2004). Diese für das PRRSV typische Reaktion hat zur Folge, dass viele der mehrfach geimpften Sauen mit der Zeit serologisch negativ aber trotzdem nicht schutzlos sind (Martelli 2002). Der Nachweis von hohen Antikörperkonzentrationen in Herden, die seit längerem mit demselben Impfstoff vakziniert sind, lässt auf eine Zirkulation von Feldvirus innerhalb der letzten Monate schließen (Lager 2003). Da die derzeit verfügbaren Impfstoffe so ausgelegt sind, dass sie die klinischen Folgen der Infektion reduzieren, die Infektion selbst aber nicht sicher verhindern können, ist die Interpretation des serologischen Nachweises einer Zirkulation von
Feldvirus ohne ergänzende Befunde kaum möglich.
Respiratorische Erkrankungen
Das Vorkommen respiratorischer Erkrankungen führt auch bei geimpften Tiergruppen immer wieder zu Fragen nach einer möglichen Beteiligung des PRRSV. Der Nachweis von PRRS-Feldvirus mittels PCR stellt den Tierarzt vor das gleiche Problem, wie der Nachweis einer Erregerzirkulation bei Sauen, weil die Impfstoffe die Infektion eben nicht sicher verhindern können. Ein Kausalzusammenhang zwischen dem Erregernachweis und einer respiratorischen Erkrankung lässt sich erst dann herstellen, wenn auch PRRS-typische
pathologische Befunde (
interstitielle Pneumonie) nachweisbar sind und die differentialdiagnostischen Untersuchungen nicht eine andere Ursache nahe legen. Der alleinige Erregernachweis aus Serum oder bronchioalveolärer
Lavageflüssigkeit kann die Beteiligung des PRRSV nicht klären, sondern muss immer durch pathologische Befunde ergänzt werden.
Serologische Untersuchungen an geimpften Ferkeln und Mastschweinen sind wie bei den Sauen nur unter größten Schwierigkeiten interpretierbar. Ferkel, die nicht mehr unter dem Einfluss maternaler Antikörper stehen, reagieren auf die Porcilis® PRRS-Impfung in der Regel innerhalb von 3 Wochen mit einem deutlich messbaren Anstieg der Antikörperkonzentration. Der Nachweis der Impfreaktion wird dabei vom verwendeten Testverfahren beeinflusst. Vergleichende Untersuchungen ergaben, dass der Chekit PRRS-ELISA (Bommeli - IDEXX) ab drei Wochen nach der Impfung bei 91 % der Schweine eine Impfreaktion nachweist, während dieselben Proben im Herd Chek 2x®-ELISA (IDEXX) nur zu 45 % eine Impfreaktion erkennen lassen (Gangl u. Böttcher 2004).
Impfreaktionen werden zudem von maternalen Antikörpern beeinflusst, so dass früh geimpfte Ferkel im
ELISA verzögert reagieren oder auch negativ bleiben können (Martelli 2002; Miesener u. Sanfort 2002). Serologische Untersuchungen sind daher nicht geeignet, Rückschlüsse auf die Durchführung oder das Fehlen einer Impfung bei Ferkeln zu ziehen.
Die derzeit verfügbaren Methoden zum Erreger- oder Antikörpernachweis sind allein nicht geeignet, einen Impferfolg oder Misserfolg festzustellen, sondern müssen immer durch weitere klinische und pathologische Untersuchungen ergänzt werden.
Frequently Asked Questions
Wie weit verbreitet ist PRRSV in Deutschland und welcher Stamm herrscht vor?
Infektionen mit PRRSV sind in Deutschland nach wie vor sehr weit verbreitet. Besonders in Regionen mit hoher Schweinedichte sind annähernd 100% der Herden infiziert. In Deutschland wurden bisher nur Feldinfektionen mit Stämmen des europäischen (EU)-Typs nachgewiesen. Alle bisher nachgewiesenen Stämme des amerikanischen (US)-Typs stehen in unmittelbarem Zusammenhang mit dem in Deutschland eingesetzten US-Impfvirus.
Kann sich ein Schwein trotz erfolgreicher PRRS-Impfung mit PRRSV infizieren?
Infektionen mit PRRSV sind in Deutschland nach wie vor sehr weit verbreitet. Besonders in Regionen mit hoher Schweinedichte sind annähernd 100% der Herden infiziert. In Deutschland wurden bisher nur Feldinfektionen mit Stämmen des europäischen (EU)-Typs nachgewiesen. Alle bisher nachgewiesenen Stämme des amerikanischen (US)-Typs stehen in unmittelbarem Zusammenhang mit dem in Deutschland eingesetzten US-Impfvirus.
Wann ist der optimale Zeitpunkt, um Ferkel gegen PRRS zu impfen?
Eine allgemeingültige Empfehlung gibt es nicht. Die Impfung muss auf die Situation im einzelnen Bestand abgestimmt werden. Die Impfung sollte spätestens 2, besser 3 Wochen vor der Infektion erfolgen. Eine optimale Wirksamkeit ist nach Abklingen der maternalen Immunität im Alter von 6 Wochen zu erwarten. Es sollten nur klinisch gesunde Tiere geimpft werden.
In meinem Bestand treten trotz PRRS-Impfung weiterhin Atemwegsprobleme auf. Wie kann ich feststellen, ob eine Infektion mit PRRSV die Ursache ist?
Der Erregernachweis mittels PCR aus dem Serum oder bronchioalveolärer Lavageflüssigkeit erkrankter Tiere ist ein Hinweis, aber alleine nicht aussagekräftig. Auch erfolgreich geimpfte Tiere können sich infizieren und trotzdem klinisch geschützt sein. Ein ursächlicher Zusammenhang lässt sich erst dann herstellen, wenn der Erregernachweis durch typische pathologisch-anatomische Veränderungen (interstitielle Pneumonie) ergänzt wird und andere Ursachen (PCV-II, Influenza, Mycoplasma hyopneumoniae, bakterielle Erkrankungen) differentialdiagnostisch ausgeschlossen wurden.
Wird PRRSV-Antigen in Porcilis® PRRS-geimpften Tieren nachgewiesen, sollte mit der für den Impfstamm DV spezifischen PCR ausgeschlossen werden, dass es sich um den Impfstamm handelt.
Die serologische Untersuchung ist in geimpften Beständen insgesamt wenig aussagekräftig, da Impfantikörper grundsätzlich nicht von Antikörpern gegen das Feldvirus differenziert werden können.
Bis vor kurzem war mein Bestand frei von PRRSV, aber jetzt sehe ich vermehrt Atemwegserkrankungen. PRRSV wurde nachgewiesen. Muss ich alle Mastschweine impfen, oder nur die jungen?
Bei einem frischen Ausbruch ist es wahrscheinlich, dass alle im Bestand befindlichen (Mast-)Schweine bereits durchseucht sind. Generell ist es sinnvoll alle älteren Tiere zu impfen, wenn sich die Infektion nur langsam im Bestand ausbreitet. Außerdem kann die Impfung zu einer reduzierten Virusausscheidung führen oder diese vollständig stoppen. Es sollten nur gesunde Tiere geimpft werden.
Mein Bestand ist PRRS-positiv, aber die Leistungsparameter meiner Mastschweine sind in Ordnung. Kann mir eine Impfung trotzdem Vorteile bringen?
Das ist davon abhängig, was Sie unter in Ordnung verstehen und wie viel Geld Sie für Antibiotika und andere Medikationen ausgeben, um diesen Status zu erhalten. Ist PRRSV der einzige lungenpathogene Erreger in ihrem Bestand und die Schweine müssen sich nur mit diesem Erreger auseinandersetzen, werden Sie vermutlich nur wenige oder keine klinischen Symptome beobachten. Eine Impfung wird dann wahrscheinlich nur einen geringen leistungsverbessernden Effekt zeigen. Diese Situation ist in der Praxis jedoch eher selten. In der Regel sind die Masttiere mit einer Reihe von Erregern konfrontiert. Spielt PRRSV dabei eine Rolle ist eine Verbesserung der Leistung nach PRRS-Impfung wahrscheinlich, da PRRSV einer der wichtigsten Wegbereiter für bakterielle Infektionen ist. Die Impfung kann so auch zu einer Reduzierung des zur Bekämpfung von Atemwegserkrankungen im Bestand notwendigen Antibiotikaverbrauches führen, und damit zu einer weiteren Kostensenkung.
Vor kurzem trat bei meinen Mastschweinen eine Lungenentzündung (Pneumonie) auf, und es wurden Antikörper gegen PRRS nachgewiesen. Kann die Impfung zukünftigen Lungenentzündungen vorbeugen?
Die Impfung gegen PRRS vermindert die negativen Effekte einer PRRSV-Infektion in Mastbeständen, einschließlich von Lungenentzündungen. Wichtig ist jedoch, dass die Impfung rechtzeitig vor dem möglichen Infektionszeitpunkt erfolgt. Außerdem muss bedacht werden, dass PRRS nicht die einzige Ursache respiratorischer Probleme ist. In aller Regel sind verschiedene Erreger an Atemwegsproblemen in einem Bestand beteiligt. So ist das Auftreten von Pneumonien trotz PRRS-Impfung nicht völlig auszuschließen. Bei PRRS-bedingten Lungenentzündungen sollten nach der Impfung deutliche Verbesserungen in der durchschnittlichen Tageszunahme, der Futterverwertung und den Mortalitätsraten zu sehen sein. Außerdem sollte der Medikamenteneinsatz zur Behandlung respiratorischer Erkrankungen reduziert sein.
Ist eine PRRS-Impfung in einem bereits seit Jahren infizierten Bestand sinnvoll?
Ja, wenn weiterhin klinische Symptome oder eine verminderte Leistung beobachtet werden.
Ein Bestand ist eine dynamische Population, in die ständig neue Tiere eingeführt werden. Da die Virusausscheidung zudem intermittierend stattfindet, kann sich auch in infizierten Beständen zwischenzeitlich immer wieder eine empfängliche Subpopulation herausbilden. Dies kann zu wellenförmig verlaufenden Fruchtbarkeitsstörungen führen.
Auch in der Aufzucht kann PRRS in jahrelang infizierten Beständen erhebliche Schäden anrichten. Dazu gehören vermindertes Wachstum, erhöhte Mortalität, vermehrten Medikamentenaufwand und das Wiederaufflackern anderer Bestanderkrankungen. Nach dem Abklingen der maternalen Immunität, im Alter von etwa 6 Wochen, werden die Ferkel voll empfänglich für eine PRRSV-Infektion. Die Impfung kann helfen, wirtschaftliche Schäden zu vermeiden. Der Kosten-Nutzen-Effekt hängt von der individuellen Situation im Bestand ab.
Wann ist eine Sequenzierung von PRRS-Stämmen sinnvoll und wo kann ich diese durchführen lassen?
Eine Sequenzierung kann beispielsweise zur Differenzierung von Feld- und Impfstämmen durchgeführt werden. Der in Porcilis® PRRS enthaltene Impfstamm kann mittels einfacher PCR nachgewiesen werden, der US-Impfstamm ebenfalls. US-Feldstämme wurden in Deutschland bisher nicht nachgewiesen.
Bei forensischen Fragestellungen sollte das PCR-Ergebnis in jedem Fal mittels Sequenzierung abgesichert werden.
Auch bei epidemiologischen Fragestellungen bietet sich eine Sequenzierung an, um beispielsweise den Eintrag neuer Feldstämme zu untersuchen. Schließlich kann die Sequenzierung auch dazu dienen, die antigenetische Übereinstimmung zwischen Feld- und Impfstämmen zu prüfen.
Eine Sequenzierung von PRRSV-Stämmen bieten beispielsweise folgende Labore an:
IVD GmbH - Innovative Veterinär Diagnostik
Aninstitut der Tierärztlichen Hochschule Hannover
Bischofsholer Damm 15
D-30173 Hannover
Tel. (0511) 856-7521
Fax (0511) 856-7672
mobil (0160) 6844110
e-mail: service@ivd-gmbh.de
Website: www.ivd-gmbh.de
Landeslabor Schleswig-Holstein
Molekularbiologie
Max-Eyth-Str. 5
D 24537 Neumünster
Tel.: 04321-904668
Fax: 04321-904619
email: mailto:info@lvua-sh.de
Website http://www.lvua-sh.de
Medien
Schweinekrankheiten
von Heinritzi/ Gindele/ Reiner/ Schnurrbusch,
Ulmer Verlag/ UTB, 2006
Das vorliegende Buch gibt einen Überblick über die wichtigsten Krankheiten der Schweine, u.a. auch über PRRS.
Inhalt & Bestellung
Lehrbuch der Schweinekrankheiten
von Waldmann/ Wendt (Hrsg.),
Parey, 2004
Das Lehrbuch der Schweinekrankheiten, ein Klassiker unter den veterinärmedizinischen Standardwerken, liegt jetzt in der 4.Auflage vor. Die Neuauflage berücksichtigt die neuen Vorgaben in der Arzneimittelgesetzgebung, die vor allem veterinärmedizinische Belange in der landwirtschaftlichen Nutzviehpraxis betreffen. Aktualisiert wurden deshalb vor allem die Neuerungen zur Arzneimittelanwendung.
Inhalt & Bestellung
Literatur
1 Porcine reproductive and respiratory syndrome virus: description of persistence in individual pigs upon experimental infection.
Allende, R., Laegreid, W.W., Kutish, G.F. et al.
J. Virol. 74, 10834-10837
2 Genetic variation and phylogenetic relationships of 22 porcine reproductive and respiratory syndrome virus (PRRSV) field strains based on sequence analysis of open reading frame 5.
Andreyev, V.G., Wesley, R.D., Mengeling, W.L. et al.
Arch. Virol. 142, 993-1001
3 Persistent fetal infection of porcine reproductive and respiratory syndrome (PRRS) virus.
Benfield, D.A, Christopher Hennings, J., Nelson, E.A. et al.
28th Ann. Meeting American Assoc. Swine Vet., Quebec, Proc., 455-458
4 Porcine reproductive and respiratory syndrome.
Benfield D.A., J.E. Collins, S.A. Dee et al.
Diseases of Swine, 8. ed., Blackwell Science 1999; 201-232
5 Persistence of porcine reproductive and respiratory syndrome virus in serum and semen of adult boars.
Christopher Hennings, J., Nelson, E.A., Hines, R.J. et al.
J. Vet. Diagn. Invest. 7, 456-464
6 Effects of a modified live vaccine against porcine reproductive and respiratory syndrome in boars.
Christopher Hennings, J., Nelson, E.A., Nelson, J.K. et al.
Am. J. Vet. Res. 58, 40-45
7 Identification of porcine reproductive and respiratory syndrome virus in semen and tissues from vasectomized and nonvasectomized adult boars.
Christopher Hennings, J., Nelson, E.A., Nelson, J.K. et al.
Vet. Pathol. 35, 260-267
8 Update on PRRSV and boars.
Christopher Hennings, J.
34th Ann. Meeting American Assoc. Swine Vet., Orlando , Proc., 525-529
9 PRRS-Aussagekraft serologischer Untersuchungsverfahren.
Gangl, A., Ritzmann, M., Böttcher, J.
23. Arbeits- und Fortbildungstagung der AVID - Bakteriologie, Kloster Banz, 15.-17. September 2004
10 Seroneutralization of porcine reproductive and respiratory sindrome virus correlates with antibody response to the GP5 major envelope glycoprotein.
Gonin, P., Pirzadeh, B., Gagnon, C.A. et al.
J. Vet. Diagn. Invest. 11, 20-26
11 Internationale Erfahrungen mit der Bekämpfung des Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome.
Grosse Beilage, E.
Tierärztl. Prax. 30, 153-163
12 Diagnostik der PRRSV-Infektion bei Spätaborten und der Geburt lebensschwacher Ferkel.
grosse Beilage, E., Dammann Tamke, K., Kühnlein, P.
Tierärztl. Prax. 30, 153-163
13 Sicherheit und Effektivität der Bestandsimpfung mit Porcilis® PRRS in endemisch PRRSV-infizierten Schweineherden.
grosse Beilage u. grosse Beilage
Prakt. Tierarzt 85, 911-916
14 Porcine reproductive and respiratory syndrome virus detection and differentiation of vaccine-like viruses of European (strain DV) and American genotypes in field samples.
Harder, T.C., grosse Beilage, E., Pabst, T. et al.
18th Congr. Int. Pig Vet. Soc., Hamburg, Proc., 74
15 Untersuchungen zur Wirksamkeit und Sicherheit eines PRRSV Lebendimpfstoffes (Porcilis® PRRS).
Kümmerlen, D.
LMU, Veterinärmedizinische Fakultät, München, Diss.
16 Impact of genetic diversity of European-type porcine reproductive and respiratory syndrome virus strains on vaccine efficacy.
Labarque, G., van Reeth, K, Nauwynck, H. et al.
Vaccine 22, 4183-4190
17 Homologous challenge of porcine reproductive and respiratory syndrome virus immunity in pregnant swine.
Lager, K.M., Mengeling, W.L., Brockmeier, S.L.
Vet. Microbiol. 58, 113-125
18 Porcine reproductive and respiratory syndrome: control and vaccinology.
Lager, K.M.
4th Int. Symp. Emerg. Re-emerg. Pig Dis., Rome, 29.6-2.7.2003, 29-40
19 Strain predominance following exposure of vaccinated and naïve pregnant gilts to multiple strains of porcine reproductive and respiratory syndrome virus.
Lager, K.M., Mengeling, W.L., Wesley, R.D.
Can. J. Vet. Res. 67, 121-127
20 Long term epidemiological effect of the vaccination with Porcilis ® PRRS in a sow herd.
Lopez, J.V., Ortiz, A.
18th Congr. Int. Pig Vet. Soc., Hamburg, Proc., 22
21 Role of neutralizing antibodies in PRRSV protective immunity.
Lopez, O.J., Osorio, F.A.
Vet. Immunol. Immunopathol. 102, 155-163
22 Experiences with porcine reproductive and respiratory syndrome (PRRS) control programmes in Italy.
Martelli, P.
Pig J. 49, 134-154
23 EU perspective of PRRS control.
Martelli, P.
Pig progress Respiratory Diseases 2003, 10-11
24 Genetic diversity and phylogenetic analysis of glycoprotein 5 of European-type porcine reproductive and respiratory syndrome virus strains in Spain.
Mateu, E., Martin, M., Vidal, D.
J. Gen. Virol. 84, 529-534
25 PRRSV ELISA limitations, SN antibody response, and viremia following repeated homologous exposures to wild-type virus in adult swine.
McCaw, M.
34th Ann. Meeting American Assoc. Swine Vet., Orlando , Proc., 507-509
26 PRRSV rORF specific ELISA antibody responses following repeated homologous wild-type virus challenges.
McCaw, M., Murtaugh, M., Laster, S. et al.
18th Congr. Int. Pig Vet. Soc., Hamburg, Proc., 36
27 Characteristics of the immune response of pigs to PRRS virus.
Meier, W.A., Wheeler, J.G., Husmann, R.J. et al.
Vet. Res. 31, 41
28 Gradual development of the interferon-gamma response of swine to porcine reproductive and respiratory syndrome virus infection or vaccination.
Meier, W.A., Galeota, J., Osorio, F.A. et al.
Virology, 309, 18-31
29 Sequence comparison of open reading frames 2 to 5 of low and high virulence United States isolates of porcine reproductive and respiratory syndrome virus.
Meng, X.J., Paul, P.S., Halbur, P.G. et al.
J. Gen. Virol. 76, 3181-3188
30 The porcine reproductive and respiratory syndrome quandary. Part I: Fact versus speculation.
Mengeling, W.L. (2005a)
J. Swine Health Prod. 13, 91-95
31 The porcine reproductive and respiratory syndrome quandary. Part II: Vaccines and vaccination strategy.
Mengeling, W.L. (2005b)
J. Swine Health Prod. 13, 91-95
32 PRRS vaccinology: Past, present, future.
Mengeling, W.L. (2005c)
36th Ann. Meeting American Assoc. Swine Vet., Toronto, Proc., 289-304
33 Delayed PRRS Virus seroconversion after vaccinating neonatal pigs.
Misener, M., Sanford, S.E.
17th Congr. Int. Pig Vet. Soc., Ames, Proc., 359
34 Comparison of the structural protein coding sequences of the VR-2332 and Leystad virus strains of the PRRS virus.
Murtaugh, M.P., Elam, M.R., Kakach, L.T.
Arch. Virol. 140, 1451-1460
35 Genetic variation in the PRRS Virus.
Murtaugh, M.P., Faaberg, K.S., Laber, J. et al.
Adv. Exp. Med. Biol. 440, 787-794
36 PRRS immunology: what are we missing?
Murtaugh, M.P.
35th Ann. Meeting American Assoc. Swine Vet., Des Moines , Proc., 359-367
37 Review: Immunity to PRRS Virus is highly atypical.
Murtaugh, M.P, Xiao, Z., Dee, S.A. et al.
18th Congr. Int. Pig Vet. Soc., Hamburg, Proc., 21
38 Porcine reproductive and respiratory syndrome virus comparison: divergent evolution on two continents.
Nelsen, C.J., Murtaugh, M.P., Faaberg, K.S.
J. Virol. 71, 270-280
39 Serum immune responses to the proteins of porcine reproductive and respiratory syndrome (PRRS) virus.
Nelson, E.A., Christopher-Hennings, J., Benfield, D.A.
J. Vet. Diagn. Invest. 6, 410-415
40 Examination of virus shedding in semen from vaccinated and from previously infected boars after experimental challenge with porcine reproductive and respiratory syndrome virus.
Nielsen, T.L., Nielsen, P., Have, P. et al.
Vet. Microbiol. 54, 101-112
41 Passive transfer of virus-specific antibodies conferì protection against reproductive failure induced by a virulent strain of porcine reproductive and respiratory syndrome virus and establishes sterilizing immunity.
Osorio, F.A., Galeota, J.A., Nelson, E. et al.
Virology 302, 9-20
42 Differential diagnosis of PRRS field virus strains and modified live vaccines in Europe.
Pesch, S., Ohlinger V.
18th Congr. Int. Pig Vet. Soc., Hamburg, Proc., 35
43 New insights into the genetic diversity of European porcine reproductive and respiratory syndrome virus (PRRSV).
Pesch, S., Meyer, C., Ohlinger V.
Vet. Microbiol. 107, 31-48
44 Field study evaluating the safety of Porcilis® PRRS on French frams.
Pommier, P., Keita, A., Pagot, E. et al.
18th Congr. Int. Pig Vet. Soc., Hamburg, Proc., 157
45 Porcine reproductive and respiratory sindrome virus infection in the boar: a review.
Prieto, C., Castro, J.M. (
Theriogenology 63, 1-16
46 Porcine reproductive and respiratory syndrome.
Rossow, K.D.
Vet. Pathol. 35, 1-20
47 Lymphoid tissue tropism of porcine reproductive and respiratory syndrome virus replication during persistent infection of pigs originally exposed to virus in utero.
Rowland, RR., Lawson, S., Rossow, K. et al.
Vet. Microbiol. 96, 219-235
48 Deciphering the involvement of innate immune factors in the development of the host response to PRRSV vaccination.
Royaee, A.R., Husamnn, R.J., Dawson, H.D.
Vet. Immunol. Immunopathol. 102, 199-216
49 Nucleocapsid protein-based enzyme linked immunosorbent assay for detection and differentiation of antibodies against European and north American porcine reproductive and respiratory syndrome virus.
Seuberlich, T., Tratschin, J.D., Thür, B.
Clin. Diagn. Lab. Immunol. 9, 1183- 1191
50 Identification of radically different variants of porcine reproductive and respiratory syndrome virus in Eastern Europe: towards a common anchestor for European and American viruses.
Stadejek, T., Stancevicius, A., Stoogaard, T. et al.
J. Gen. Virol. 83, 1861-1873
51 Pers. Mitteilung.
Strutzberg-Minder, K., IVD GmbH, Hannover
52 Effect of repeated vaccination for PRRSV on immune responses in sows.
Thacker, E., Bassaganya-Riera, J., Baker, R.
35th Ann. Meeting American Assoc. Swine Vet., Des Moines , Proc., 423-425
53 Monoclonal antibodies to the GP5 of porcine reproductive and respiratory syndrome virus are more effective in virus neutralization than monoclonal antibodies to GP4.
Weiland, E., Wiezorek-Krohmer, M., Kohl, D. et al.
Vet. Microbiol. 66, 171-186
54 Field experience using modified live PRRS vaccine in a mass vaccination protocol for the control of PRRS in breeding herds.
Wetzell, T.L.
35th Ann. Meeting American Assoc. Swine Vet., Des Moines , Proc., 259-260
55 Characterization of the humoral immune response to porcine reproductive and respiratory syndrome (PRRS) virus infection.
Yoon, K.J., Zimmerman, J.J., Swenson, S.L. et al.
J. Vet. Diagn. Invest. 7, 305-312
